脑部乳酸供能的方式

●　新进展

《生命的化学》２０１０年３０卷２期ＣＨＥＭＩＳＴＲＹ　ＯＦ　ＬＩＦＥ　２０１０，３０（２）

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文章编号：　　１０００－１３３６（２０１０）02－0171-05

脑部乳酸供能的方式

王今越１　　王小虹２　　陈民盛３　　冯维斗４

１

佛山大学体育学院，佛山　５２８０００；

２

东北师范大学体育学院，长春　１３００２６；

３

深圳大学体育部，深圳　５１８０６０；吉林省体育科研所，长春　１３００２２

４

摘要：脑部存在星形胶质细胞－神经元的乳酸穿梭方式供能。单羧酸转运蛋白２（ｍｏｎｏｃａｒｂｏｘｙｌａｔｅ　ｔｒａｎｓｐｏｒｔｅｒ　２，　ＭＣＴ２）和ＭＣＴ４的细胞特异性分布与乳酸穿梭的方向存在密切联系。ＭＣＴ２和ＭＣＴ４分别集中于神经元突触后膜致密区与星形胶质细胞终足膜，可能有利于Ｎ－甲基－Ｄ－天冬氨酸（Ｎ－ｍｅｔｈｙｌ－Ｄ－ａｓｐａｒｔｉｃ　ａｃｉｄ，　ＮＭＤＡ）受体抑制的解除及循环中乳酸穿越血脑屏障。神经元和星形胶质细胞均能利用乳酸或血糖作为氧化底物。神经元中，乳酸是比血糖更为优势的氧化底物，其原因有待研究。脑部乳酸不仅来源于血糖酵解，还来源于血液循环中的乳酸及星形胶质细胞的糖原酵解。关键词：脑；乳酸；供能中图分类号：Ｑ４４

脑是由神经元和神经胶质细胞（主要为星形胶质细胞）所构成的中枢神经系统的高级部位，是生命机能的主要调节器。就人脑而言，其重量不足全身的２％，而血流量却占心输出量的１５％，耗氧量达全身总耗氧量的２０％，是能量代谢的活跃部位。脑部能源的正常供应是脑工作的基础，脑供能匮乏会引起眩晕、感觉障碍等多种问题。长期以来，血糖被认为是脑主要的能源底物，而脑部的乳酸只是无氧酵解产生的代谢废物及造成脑局部损伤的恶化因子，但是肌肉组织中细胞间乳酸穿梭假设（ｃｅｌｌ－ｃｅｌｌｌａｃｔａｔｅ　ｓｈｕｔｔｌｅ，　ＣＣＬＳ）及细胞内乳酸穿梭（ｉｎｔｒａｃｅｌｌｕｌａｒｌａｃｔａｔｅ　ｓｈｕｔｔｌｅ，　ＩＬＳ）的发现不仅证明了乳酸在氧化供能中的重要地位，也将脑中乳酸供能问题凸显出

来。至今，脑部乳酸供能的模式、程度仍是个具有争议的话题。本文对脑乳酸供能的研究进展进行了综述。

１．　星形胶质细胞－神经元的乳酸穿梭假设

乳酸脑部供能模式以Ｐｅｌｌｅｒｉｎ等［１］与Ｍａｇｉｓｔｒｅｔｔｉ等［２］提出的星形胶质细胞－神经元的乳酸穿梭供能假设（ａｓｔｒｏｃｙｔｅ－ｎｅｕｒｏｎ　ｌａｃｔａｔｅ　ｓｈｕｔｔｌｅ　ｈｙｐｏｔｈｅｓｉｓ，ＡＮＬＳＨ）最具代表性。该假设的具体过程是：神经元活动提高了细胞外液谷氨酸浓度，随后细胞外液谷氨酸和Ｎａ＋被具有高亲合力的Ｎａ＋依赖性谷氨酸载体的星形胶质细胞摄取，胞内谷氨酸和Ｎａ＋浓度升高又分别激活了谷氨酰胺合成酶和钠泵，使得胶质细胞对ＡＴＰ的需求增大，继而又提高了血糖的摄取和酵解酶激活，血糖在酵解酶催化下生成乳酸及ＡＴＰ，乳酸顺浓度梯度从星形胶质细胞释放进入细胞外液、再进入神经元并氧化，为神经元钠泵活动和谷氨酸合成和释放提供ＡＴＰ。总结起来，ＡＮＬＳＨ有几个特点：ＡＮＬＳＨ的神经元仅指谷氨酸性神经元；糖酵解发生在星形胶质细胞而非神经元，并且谷氨酸－谷氨酰胺循环是糖酵解的驱动力；神经元使用星形胶质细胞释放的乳酸而非外周的血糖作为

收稿日期：２００９－１０－３０

吉林省体育局课题基金（２００７Ｄ１１）；佛山科技学院２００７年课题基金（２００７１２０６）资助

作者简介：王今越（１９７８－），男，讲师，博士，通讯作者，Ｅ－ｍａｉｌ：　ｗｊｙｔｎｔ＠ｔｏｍ．ｃｏｍ或ｚｈａｎｇｍａｏｆｅｉｄａｏ＠ｓｉｎａ．ｃｏｍ；王小虹（１９４８－），男，学士，教授，Ｅ－ｍａｉｌ：　ｗｘｈａｂ＠ｔｏｍ．ｃｏｍ；陈民盛（１９６０－），男，博士，教授，Ｅ－ｍａｉｌ：　ｍｓｃｈｅｎ１９６０＠１６３．ｃｏｍ；冯维斗（１９６５－），男，硕士，研究员，Ｅ－ｍａｉｌ：ｆｅｎｇｗｅｉｄｏｕ＠１２６．ｃｏｍ

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●　Ｒｅｃｅｎｔ　Ｐｒｏｇｒｅｓｓ

自身主要氧化底物［３－５］。

脑血糖供能的传统理论认为，脑神经元和星形胶质细胞均完全以血糖为能源底物——血糖分别通过葡糖转运蛋白３（ｇｌｕｃｏｓｅ　ｔｒａｎｓｐｏｒｔｅｒ　３，　ＧＬＵＴ３）和ＧＬＵＴ１进入神经元和星形胶质细胞，在这两种细胞中，血糖均能通过有氧氧化及无氧酵解两种方式代谢，生成的乳酸在ＭＣＴ协助下排出细胞。ＡＮＬＳＨ与传统理论在血糖利用的方式和位点、乳酸产生和使用的位点、乳酸使用的时机等三个问题上迥异。ＡＮＬＳＨ对脑部供能的设想具有一定建设性，但尚存不少争议。

２．　ＭＣＴ的分布与乳酸穿梭

星形胶质细胞－神经元的乳酸穿梭是ＡＮＬＳＨ假设中最重要的论点，研究已确认，单羧酸穿过质膜（细胞膜或线粒体膜）的主要载体是ＭＣＴ（ＭＣＴ１￣４）。

肌肉组织中，低亲合力（指与单羧酸的亲合力，下同）的ＭＣＴ４在酵解型肌纤维Ｉｉｂ中高表达、而高亲合力的ＭＣＴ１在氧化型肌纤维Ｉ和Ｉｉａ纤维中高表达，乳酸在两类肌纤维中的穿梭方向也不同，Ｉｉｂ纤维是生成并输出乳酸的主要场所，而Ｉ和Ｉｉａ纤维中，乳酸方向主要是输入。ＭＣＴ的分布特征可能具有几个作用［６－８］：首先，低亲合力的ＭＣＴ４分布于酵解型细胞，使细胞内乳酸输出的速度受到限制，避免循环中乳酸升高过快而引发酸中毒，细胞内质子的积累会通过抑制糖酵解及与Ｃａ２＋竞争等途径迫使肌肉降低工作强度，避免机体长时间保持高强度工作。其次，低亲合力的ＭＣＴ４也会限制丙酮酸的输出效率，保证丙酮酸有足够的时间在细胞内转化为乳酸，这个过程同时会生成糖酵解进行所必需的氧化型ＮＡＤ＋，有助于能量代谢的顺利进行。再次，高亲合力的ＭＣＴ１分布于氧化型的肌纤维可保证循环中乳酸的快速摄入，这不仅可为肌纤维提供氧化底物，同时也降低了循环中质子的浓度。因而，一般认为，ＭＣＴ的特异性分布尽管不能决定乳酸流向（乳酸流动方向由乳酸离子及质子浓度共同决定），但与乳酸流向存在密切联系，这种联系对于脑内乳酸活动的研究也具有重要启示。

脑主要有ＭＣＴ２、ＭＣＴ４两种类型，ＭＣＴ２主要位于谷氨酸性神经元，而ＭＣＴ４主要位于星形胶质细胞［９］。显然，“亲合力较高的ＭＣＴ２分布于在氧化能力强的神经元，而低亲合力ＭＣＴ４分布于酵解力

强的星形胶质细胞”的特征与肌肉中ＭＣＴ的分布非常相似，这提示　：星形胶质细胞与神经元之间存在与肌纤维Ｉｉｂ－Ｉ、Ｉｉａ乳酸穿梭模式类似的模式，符合ＡＮＬＳＨ假设关于乳酸穿梭由星形胶质细胞－神经元的描述。近来，Ｅｒｌｉｃｈｍａｎ等［１０］报道，大鼠斜方体后核（延髓的化学感受核心）注射ＭＣＴ２抑制剂４－钙调磷酸酶抑制剂（ｃａｌｃｉｎｅｕｒｉｎ　ｉｎｈｉｂｉｔｏｒ，　ＣＩＮ）提高了动物的通气，降低了细胞外ｐＨ值，检测大鼠延髓脑切片发现，４－ＣＩＮ碱化了神经元的ｐＨ，轻微的降低了星形胶质细胞内的ｐＨ。显然，细胞外酸性升高及神经元碱化都提示乳酸进入神经元的路线被阻，而胶质细胞ｐＨ轻微降低也表明含有少量ＭＣＴ２的星形胶质细胞的乳酸释放被轻微阻滞，这与ＡＮＬＳＨ认为的乳酸迁移过程完全一致，因此该研究认为，大鼠斜方体后核存在星形胶质细胞－神经元的乳酸穿梭活动。

一般认为，脑部ＭＣＴ２、ＭＣＴ４分别高表达于氧化型细胞神经元、酵解型细胞星形胶质细胞，其作用应与肌肉组织分布的ＭＣＴ１、ＭＣＴ４类似。值得注意的是，在神经元或星形胶质细胞中，ＭＣＴ２及ＭＣＴ４的分布也并不均衡，ＭＣＴ２在神经元的突触后膜致密区较为集中［９］，ＭＣＴ４在占星形胶质细胞整体面积较小的终足膜处很密集［１１］。总结起来，ＭＣＴ２、ＭＣＴ４的细胞内区域分布可能主要有三个作用：首先，由于脑能耗主要用于神经元突触后离子电流，ＭＣＴ２集中分布于突触后膜致密区正好与此相适应，便于乳酸的摄入和利用。其次，神经递质谷氨酸的ＮＭＤＡ受体同样分布于突触后膜致密区，ＮＭＤＡ受体对ｐＨ的变化敏感，ｐＨ降低时被抑制，因此，高亲合力的ＭＣＴ２分布于致密区便于细胞迅速摄入乳酸而降低细胞间隙质子浓度来维持谷氨酸诱导动作电位能力。再次，有研究表明，循环中乳酸能穿过血脑屏障进入脑部［１２］，而终足膜正是血脑屏障的重要组成部分，低亲合力ＭＣＴ４聚集于终足膜既能协助循环和神经胶质细胞突触间的单羧酸物质的交换，使循环中乳酸为脑提供能源底物，又限制了物质交换的速度，避免循环中乳酸过快进入脑，起到保护作用［１３］。除终足膜，乳酸穿过血脑屏障还要经过毛细血管内皮细胞，现已确认，这些部位分布有一定量的ＭＣＴ１［３，９，１４］。

３．　星形胶质细胞和神经元对乳酸和血糖的利用

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ＡＮＬＳＨ认为，乳酸的氧化利用发生在神经元而非星形胶质细胞，而血糖氧化正好相反。但近年来，越来越多的研究表明，星形胶质细胞与神经元都能氧化乳酸或血糖供能。Ｔｙｓｏｎ等［１５］通过磁共振波谱分析（ｍａｇｎｅｔｉｃ　ｒｅｓｏｎａｎｃｅ　ｓｐｅｃｔｒｏｓｃｏｐｙ，　ＭＲＳ）检测发现，大鼠静脉注射［３－１３Ｃ］乳酸后，谷氨酸和谷氨酰胺的Ｃ－２和Ｃ－３位点产生等同的标记，而非选择性地进入Ｃ－２位点（丙酮酸的羧化），由于已知“神经元缺乏丙酮酸羧化酶”，因此该研究认为乳酸只能在不表达丙酮酸羧化活性的部位被动员，即乳酸氧化利用发生在神经元而非星形胶质细胞。但是，Ｈｅｒｔｚ［１６］指出，Ｔｙｓｏｎ等的结论存在问题，因为丙酮酸羧化产生的草酰乙酸易与延胡索酸保持均衡，藉此，谷氨酸和谷氨酰胺也会产生等同的Ｃ－２、Ｃ－３标记。Ｐｅｎｇ等［１７］报道，在５　ｍＭ标记的乳酸孵育下，小脑皮质γ－氨基丁酸的生成速度与神经元、小脑皮质粒神经元和星形胶质细胞产生１４ＣＯ２的速度相近，这表明，星形胶质细胞和神经元同样存在乳酸氧化。对于神经元而言，它的细胞膜上存在大量血糖载体ＧＬＵＴ，具备摄取血糖能力，而神经元突触小体中酵解酶－己糖激酶有很高活性［４］，这表明：神经元中有糖酵解进行。据此可以判断，在神经元对ＡＴＰ需求增大时，仅依赖星形胶质细胞产生的乳酸，而无需提高对周围血糖摄取来氧化供能是不可能的。

在底物利用上，多项研究显示，在神经元中乳酸是比血糖更优势的氧化底物，而在星形胶质细胞中情况正好相反［１８，１９］。Ｂｏｕｚｉｅｒ等［１８］对海马和皮质神经元的一项体外研究显示，施加未标记的乳酸大幅降低了神经元产生的１４ＣＯ２（源于标记的血糖）的量，相反，施加未标记的血糖对神经元产生的１４ＣＯ２（源于标记乳酸）的量没有任何抑制。这提示：同时存在乳酸和血糖时，神经元将优先利用乳酸为氧化底物。Ｂｏｕｚｉｅｒ还将星形胶质细胞与神经元分别与生理浓度的［１－１３Ｃ］血糖＋乳酸或血糖＋［３－１３Ｃ］乳酸的介质（血糖、乳酸均为１．１　ｍＭ）共孵４　小时，通过ＮＭＲ检测发现，星形胶质细胞氨基酸（谷氨酰胺和丙氨酸）在血糖标记条件下标记更多（标记血糖是星形胶质细胞优势氧化底物），而神经元在乳酸标记条件下谷氨酸被更多标记（标记乳酸是神经元的优势氧化底物），通过检测谷氨酰胺和谷氨酸的峰值，发现

星形胶质细胞氧化代谢活动较弱。该研究还通过数学模型计算得出，在所采用的介质浓度下，神经元的乳酸和血糖氧化代谢所占比例前者为７５％，后者２５％，即神经元的乳酸和血糖代谢比例为３：１［１２］。上述研究表明，脑利用乳酸实际情况虽然不完全符合ＡＮＬＳＨ假设，但是比较接近。也有个别研究不支持乳酸是神经元优势氧化底物的结论。Ｂｌｉｓｓ等［２０］研究报道，生理范围的乳酸水平不会抑制海马神经元脱氧葡萄糖的磷酸化，即使在超常的乳酸／丙酮酸比例时也仅有轻度的抑制效果。该结果还有待进一步研究证实。

星形胶质细胞的酵解能力强，氧化能力弱，生成的乳酸被迅速输出，因此它以血糖为优势能源底物并不奇怪。问题在于，作为神经元氧化底物，乳酸在与血糖的竞争中为何能够处于优势。目前研究对此存在一些解释，但尚不完善。对于神经元而言，已知血糖氧化利用速度由关键酶（特别是磷酸果糖激酶）的产物抑制所限制，因此理论上，只要细胞外血糖浓度足以保证有充足的血糖进入细胞，对乳酸代谢就不会有影响，即血糖升高不能抑制乳酸的利用。Ｏｒｚｉ等［２１］的研究也证实“高血糖症不会改变脑中血糖利用的速度”，但乳酸为何会抑制血糖的氧化利用？Ｉｔｏｈ等［２２］推测，乳酸抑制血糖的利用原因在于乳酸转化为丙酮酸同时将ＮＡＤ

＋

转化为还原型

ＮＡＤＨ，降低了糖酵解氧化３－磷酸甘油醛所需的ＮＡＤ＋，但Ａｕｂｅｒｔ等［１９］的研究否定了该推断。因为如果按Ｉｔｏｈ等的推断，丙酮酸对血糖的竞争抑制应该比乳酸弱（丙酮酸氧化消耗ＮＡＤ＋较少），但Ａｕｂｅｒｔ等［１９］研究结果正相反，丙酮酸比乳酸降低小脑谷氨酸性粒神经元氧化标记的血糖产生的１４ＣＯ２程度更大。这说明，与ＮＡＤ＋对糖酵解造成的抑制相比，细胞外丙酮酸或乳酸对１４Ｃ比活度的稀释可能是引起１４ＣＯ２生成减少的更重要的因素［５］。因此乳酸抑制血糖利用可能只是由于乳酸和血糖同为能源底物所造成，但这也不能解释神经元乳酸氧化利用程度高于血糖。笔者推测，这可能与乳酸生成丙酮酸比糖酵解生成丙酮酸步骤少因而供能迅速有关，该问题还有待进一步研究。

未来研究中，神经元与星形胶质细胞对乳酸、血糖供能的依赖程度还需要进一步确认，可以推测，脑细胞对不同糖及乳酸的依赖程度会随机体所处条

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●　Ｒｅｃｅｎｔ　Ｐｒｏｇｒｅｓｓ

件而变，弄清差异机制及意义是以后研究的具体方向。

４．　脑乳酸的来源

需要注意的是，脑乳酸的来源虽然以血糖酵解为主，但并非仅限于此，脑内糖原和活动诱导的糖原分解远比以往认识的要多得多，并且脑糖原生成乳酸的速度超过血糖［５］，并且，脑实质中糖原和糖原降解酶——正磷酸酯葡糖基转移酶均位于星形胶质细胞［６］

。Ｔｙｓｏｎ等

［１５］

报道，缺乏血糖情况下，大鼠

视神经利用神经胶质细胞糖原生成的乳酸维持轴突动作电位。笔者推测，星形胶质细胞释放乳酸速度远高于神经元的原因除了前者酵解酶活性高，与糖原仅分布于星形胶质细胞也有关系。此外，如前所述，由于血脑屏障存在ＭＣＴ１、ＭＣＴ４的分布，因此循环中乳酸也可以进入脑部供能，这在一定环境（饥饿、糖尿病、低血糖、长时间精神高度紧张的运动）下可能对脑机能的维持有重要意义。５．　结语

星形胶质细胞－神经元的乳酸穿梭是脑部能源供应模式之一，这种模式不独立存在，而与血糖供能模式并存。目前研究尚不清楚不同条件下，脑对乳酸和血糖供能依赖程度的差异、差异机制和意义。未来研究要逐一解决这些问题，这对于乳酸功能的认识及脑供能机制的理解都将是个巨大进步。

参　考　文　献

［１］Ｐｅｌｌｅｒｉｎ　Ｌ　ｅｔ　ａｌ．　Ｅｖｉｄｅｎｃｅ　ｓｕｐｐｏｒｔｉｎｇ　ｔｈｅ　ｅｘｉｓｔｅｎｃｅ　ｏｆ　ａｎ

ａｃｔｉｖｉｔｙ－ｄｅｐｅｎｄｅｎｔ　ａｓｔｒｏｃｙｔｅ－ｎｅｕｒｏｎ　ｌａｃｔａｔｅ　ｓｈｕｔｔｌｅ．　ＤｅｖＮｅｕｒｏｓｃｉ，　２０００，　２０：　２９１－２９９

［２］Ｍａｇｉｓｔｒｅｔｔｉ　Ｐ　ｅｔ　ａｌ．　Ｌａｃｔａｔｅ　ｉｓ　ａ　ｐｒｅｆｅｒｅｎｔｉａｌ　ｏｘｉｄａｔｉｖｅ　ｅｎｅｒｇｙ

ｓｕｂｓｔｒａｔｅ　ｏｖｅｒ　ｇｌｕｃｏｓｅ　ｆｏｒ　ｎｅｕｒｏｎｓ　ｉｎ　ｃｕｌｔｕｒｅ．　Ｊ　Ｃｅｒｅｂ　ＢｌｏｏｄＦｌｏｗ　Ｍｅｔａｂ，　２００３，　２３：　１２９８－１３０６

［３］Ｂｅｒｇｅｒｓｅｎ　ＬＨ．　Ｉｓ　ｌａｃｔａｔｅ　ｆｏｏｄ　ｆｏｒ　ｎｅｕｒｏｎｓ？　Ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ　ｏｆ

ｍｏｎｏｃａｒｂｏｘｙｌａｔｅ　ｔｒａｎｓｐｏｒｔｅｒ　ｓｕｂｔｙｐｅｓ　ｉｎ　ｂｒａｉｎ　ａｎｄ　ｍｕｓｃｌｅ．ｎｅｕｒｏｓｃｉ，　２００７，　１４５：　１１－１９

［４］Ｃｈｉｈ　ＣＰ　ｅｔ　ａｌ．　Ｅｎｅｒｇｙ　ｓｕｂｓｔｒａｔｅｓ　ｆｏｒ　ｎｅｕｒｏｎｓ　ｄｕｒｉｎｇ　ｎｅｕｒａｌ

ａｃｔｉｖｉｔｙ：　ａ　ｃｒｉｔｉｃａｌ　ｒｅｖｉｅｗ　ｏｆ　ｔｈｅ　ａｓｔｒｏｃｙｔｅ－ｎｅｕｒｏｎ　ｌａｃｔａｔｅｓｈｕｔｔｌｅ　ｈｙｐｏｔｈｅｓｉｓ．　Ｊ　Ｃｅｒｅｂ　Ｂｌｏｏｄ　Ｆｌｏｗ　Ｍｅｔａｂ，　２００３，　２３：１２６３－１２８１

［５］Ｐａｓｓａｒｅｌｌａ　Ｓ　ｅｔ　ａｌ．　Ｍｉｔｏｃｈｏｎｄｒｉａ　ａｎｄ　Ｌ－ｌａｃｔａｔｅ　ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ．

ＦＥＢＳ　Ｌｅｔｔ，　２００８，　５８２：　３５６９－３５７６

［６］Ｇｌａｄｄｅｎ　ＬＢ．　Ｃｕｒｒｅｎｔ　ｔｒｅｎｄｓ　ｉｎ　ｌａｃｔａｔｅ　ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ：

ｉｎｔｒｏｄｕｃｔｉｏｎ．　Ｍｅｄ　Ｓｃｉ　Ｓｐｏｒｔｓ　Ｅｘｅｒｃ，　２００８，　４０：　４７５－４７６［７］Ｃｈｉａｎｇ　Ｊ　ｅｔ　ａｌ．　Ｈｏｎｏｋｉｏｌ　ｐｒｏｔｅｃｔｓ　ｒａｔｓ　ａｇａｉｎｓｔ　ｅｃｃｅｎｔｒｉｃ　ｅｘｅｒｃｉｓｅ－

ｉｎｄｕｃｅｄ　ｓｋｅｌｅｔａｌ　ｍｕｓｃｌｅ　ｄａｍａｇｅ　ｂｙ　ｉｎｈｉｂｉｔｉｎｇ　ＮＦ－κΒ　ｉｎｄｕｃｅｄ

ｏｘｉｄａｔｉｖｅ　ｓｔｒｅｓｓ　ａｎｄ　ｉｎｆｌａｍｍａｔｉｏｎ．　Ｅｕｒ　Ｊ　Ｐｈａｒｍａｃｏｌ，　２００９，６１０：　１１９－１２７

［８］Ｍａｓｕｄａ　Ｓ　ｅｔ　ａｌ．　Ｅｖｉｄｅｎｃｅ　ｆｏｒ　ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｌ　ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ　ｏｆ　ｌａｃｔａｔｅ

ｍｅｔａｂｏｌｉｃ　ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ　ｉｎ　ａｇｅｄ　ａｎｄ　ｕｎｌｏａｄｅｄ　ｒａｔ　ｓｋｅｌｅｔａｌ　ｍｕｓｃｌｅ．Ｅｘｐ　Ｇｅｒｏｎｔｏｌ，　２００９，　４４：　２８０－２８８

［９］Ｂｅｒｇｅｒｓｅｎ　ＬＨ　ｅｔ　ａｌ．　Ｓｅｌｅｃｔｉｖｅ　ｐｏｓｔｓｙｎａｐｔｉｃ　ｃｏ－ｌｏｃａｌｉｚａｔｉｏｎ　ｏｆ

ＭＣＴ２　ｗｉｔｈ　ＡＭＰＡ　ｒｅｃｅｐｔｏｒ　ＧｌｕＲ２／３　ｓｕｂｕｎｉｔｓ　ａｔ　ｅｘｃｉｔａｔｏｒｙｓｙｎａｐｓｅｓ　ｅｘｈｉｂｉｔｉｎｇ　ＡＭＰＡ　ｒｅｃｅｐｔｏｒ　ｔｒａｆｆｉｃｋｉｎｇ．　Ｃｅｒｅｂ　Ｃｏｒｔｅｘ，２００５，　１５：　３６１－３７０

［１０］Ｅｒｌｉｃｈｍａｎ　ＪＳ　ｅｔ　ａｌ．　Ｉｎｈｉｂｉｔｉｏｎ　ｏｆ　ｍｏｎｏｃａｒｂｏｘｙｌａｔｅ　ｔｒａｎｓｐｏｒｔｅｒ　２　ｉｎ

ｔｈｅ　ｒｅｔｒｏｔｒａｐｅｚｏｉｄ　ｎｕｃｌｅｕｓ　ｉｎ　ｒａｔｓ：　ａ　ｔｅｓｔ　ｏｆ　ｔｈｅ　ａｓｔｒｏｃｙｔｅ－ｎｅｕｒｏｎｌａｃｔａｔｅ－ｓｈｕｔｔｌｅ　ｈｙｐｏｔｈｅｓｉｓ．　Ｊ　Ｎｅｕｒｏｓｃｉ，　２００８，　２８：　４８８８－４８９６［１１］Ｒａｆｉｋｉ　Ａ　ｅｔ　ａｌ．　Ｈｉｇｈｌｙ　ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｌ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ　ｏｆ　ｔｈｅ

ｍｏｎｏｃａｒｂｏｘｙｌａｔｅ　ｔｒａｎｓｐｏｒｔｅｒｓ　ＭＣＴ２　ａｎｄ　ＭＣＴ４　ｉｎ　ｔｈｅｄｅｖｅｌｏｐｉｎｇ　ｒａｔ　ｂｒａｉｎ．　Ｎｅｕｒｏｓｃｉ，　２００３，　１２２：　６７７－６８８［１２］Ｓｔａｎｉｌａｎｄ　ＡＡ　ｅｔ　ａｌ．　Ｍｉｃｅ　ｌａｃｋｉｎｇ　ａｃｉｄ－ｓｅｎｓｉｎｇ　ｉｏｎ　ｃｈａｎｎｅｌｓ

（ＡＳＩＣ）　１　ｏｒ　２，　ｂｕｔ　ｎｏｔ　ＡＳＩＣ３，　ｓｈｏｗ　ｉｎｃｒｅａｓｅｄ　ｐａｉｎ　ｂｅｈａｖｉｏｕｒｉｎ　ｔｈｅ　ｆｏｒｍａｌｉｎ　ｔｅｓｔ．　Ｅｕｒ　Ｊ　Ｐａｉｎ，　２００８，　１３：　５５４－５６３［１３］Ｈａｓｈｉｍｏｔｏ　Ｔ　ｅｔ　ａｌ．　Ｅｖｉｄｅｎｃｅ　ｆｏｒ　ｔｈｅ　ｍｉｔｏｃｈｏｎｄｒｉａｌ　ｌａｃｔａｔｅ

ｏｘｉｄａｔｉｏｎ　ｃｏｍｐｌｅｘ　ｉｎ　ｒａｔ　ｎｅｕｒｏｎｓ：　ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｉｏｎ　ｏｆ　ａｎｅｓｓｅｎｔｉａｌ　ｃｏｍｐｏｎｅｎｔ　ｏｆ　ｂｒａｉｎ　ｌａｃｔａｔｅ　ｓｈｕｔｔｌｅｓ．　ＰＬｏＳ　ＯＮＥ，２００８，　３：　ｅ２９１５

［１４］Ｂｅｒｇｅｒｓｅｎ　ＬＨ　ｅｔ　ａｌ．　Ｃｒｏｓｓ－ｒｅｉｎｎｅｒｖａｔｉｏｎ　ｃｈａｎｇｅｓ　ｔｈｅ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ

ｐａｔｔｅｒｎｓ　ｏｆ　ｔｈｅ　ｍｏｎｏｃａｒｂｏｘｙｌａｔｅ　ｔｒａｎｓｐｏｒｔｅｒｓ　１　ａｎｄ　４：　Ａｎｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ　ｓｔｕｄｙ　ｉｎ　ｓｌｏｗ　ａｎｄ　ｆａｓｔ　ｒａｔ　ｓｋｅｌｅｔａｌ　ｍｕｓｃｌｅ．Ｎｅｕｒｏｓｃｉ，　２００６，　１３８：　１１０５－１１１３

［１５］Ｔｙｓｏｎ　ＲＬ　ｅｔ　ａｌ．　１３Ｃ－Ｌａｂｅｌｅｄ　ｓｕｂｓｔｒａｔｅｓ　ａｎｄ　ｔｈｅ　ｃｅｒｅｂｒａｌ　ｍｅｔａｂｏｌｉｃ

ｃｏｍｐａｒｔｍｅｎｔａｌｉｚａｔｉｏｎ　ｏｆ　ａｃｅｔａｔｅ　ａｎｄ　ｌａｃｔａｔｅ．　Ｂｒａｉｎ　Ｒｅｓ，　２００３，９９２：　４３－５２

［１６］Ｈｅｒｔｚ　Ｌ．　Ｔｈｅ　ａｓｔｒｏｃｙｔｅ－ｎｅｕｒｏｎ　ｌａｃｔａｔｅ　ｓｈｕｔｔｌｅ：　ａ　ｃｈａｌｌｅｎｇｅ　ｏｆ

ａ　ｃｈａｌｌｅｎｇｅ．　Ｊ　Ｃｅｒｅｂ　Ｂｌｏｏｄ　Ｆｌｏｗ　Ｍｅｔａｂ，　２００４，　２４：　１２４１－１２４８［１７］Ｐｅｎｇ　Ｌ　ｅｔ　ａｌ．　Ｈｉｇｈ　ｅｘｔｒａｃｅｌｌｕｌａｒ　ｐｏｔａｓｓｉｕｍ　ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ

ｓｔｉｍｕｌａｔｅ　ｏｘｉｄａｔｉｖｅ　ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ　ｉｎ　ａ　ｇｌｕｔａｍａｔｅｒｇｉｃ　ｎｅｕｒｏｎａｌｃｕｌｔｕｒｅ　ａｎｄ　ｇｌｙｃｏｌｙｓｉｓ　ｉｎ　ｃｕｌｔｕｒｅｄ　ａｓｔｒｏｃｙｔｅｓ　ｂｕｔ　ｈａｖｅ　ｎｏｓｔｉｍｕｌａｔｏｒｙ　ｅｆｆｅｃｔ　ｉｎ　ａ　ＧＡＢＡｅｒｇｉｃ　ｎｅｕｒｏｎａｌ　ｃｕｌｔｕｒｅ．　ＢｒａｉｎＲｅｓ，　１９９４，　６６３：　１６８

［１８］Ｂｏｕｚｉｅｒ－Ｓｏｒｅ　ＡＫ　ｅｔ　ａｌ．　Ｌａｃｔａｔｅ　ｉｓ　ａ　ｐｒｅｆｅｒｅｎｔｉａｌ　ｏｘｉｄａｔｉｖｅ

ｅｎｅｒｇｙ　ｓｕｂｓｔｒａｔｅ　ｏｖｅｒ　ｇｌｕｃｏｓｅ　ｆｏｒ　ｎｅｕｒｏｎｓ　ｉｎ　ｃｕｌｔｕｒｅ．　Ｊ　ＣｅｒｅｂＢｌｏｏｄ　Ｆｌｏｗ　Ｍｅｔａｂ，　２００３，　２３：　１２９８－１３０６

［１９］Ａｕｂｅｒｔ　Ａ　ｅｔ　ａｌ．　Ｂｒａｉｎ　ｌａｃｔａｔｅ　ｋｉｎｅｔｉｃｓ：　ｍｏｄｅｌｉｎｇ　ｅｖｉｄｅｎｃｅ　ｆｏｒ

ｎｅｕｒｏｎａｌ　ｌａｃｔａｔｅ　ｕｐｔａｋｅ　ｕｐｏｎ　ａｃｔｉｖａｔｉｏｎ．　Ｐｒｏｃ　Ｎａｔｌ　Ａｃａｄ　ＳｃｉＵＳＡ，　２００５，　１０２：　１６４４８

［２０］Ｂｌｉｓｓ　Ｔ　ｅｔ　ａｌ．　Ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ　ａｍｏｎｇ　ｇｌｕｃｏｓｅ，　ｌａｃｔａｔｅ　ａｎｄ　ａｄｅｎｏｓｉｎｅ

ｒｅｇｕｌａｔｅ　ｅｎｅｒｇｙ　ｓｕｂｓｔｒａｔｅ　ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ　ｉｎ　ｈｉｐｐｏｃａｍｐａｌ　ｃｕｌｔｕｒｅｓ．Ｂｒａｉｎ　Ｒｅｓ，　２００１，　８９９：　１３４－１４１

［２１］Ｏｒｚｉ　Ｆ　ｅｔ　ａｌ．　Ｌｏｃａｌ　ｃｅｒｅｂｒａｌ　ｇｌｕｃｏｓｅ　ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ　ｉｎ　ｃｏｎｔｒｏｌｌｅｄ

ｇｒａｄｅｄ　ｌｅｖｅｌｓ　ｏｆ　ｈｙｐｅｒｇｌｙｃｅｍｉａ　ｉｎ　ｔｈｅ　ｃｏｎｓｃｉｏｕｓ　ｒａｔ．　Ｊ　ＣｅｒｅｂＢｌｏｏｄ　Ｆｌｏｗ　Ｍｅｔａｂ，　１９８８，　８：　３４６－３５６

［２２］Ｉｔｏｈ　Ｙ　ｅｔ　ａｌ．　Ｄｉｃｈｌｏｒｏａｃｅｔａｔｅ　ｅｆｆｅｃｔｓ　ｏｎ　ｇｌｕｃｏｓｅ　ａｎｄ　ｌａｃｔａｔｅ

ｏｘｉｄａｔｉｏｎ　ｂｙ　ｎｅｕｒｏｎｓ　ａｎｄ　ａｓｔｒｏｇｌｉａ　ｉｎ　ｖｉｔｒｏ　ａｎｄ　ｏｎ　ｇｌｕｃｏｓｅ

●　新进展

《生命的化学》２０１０年３０卷２期ＣＨＥＭＩＳＴＲＹ　ＯＦ　ＬＩＦＥ　２０１０，３０（２）

４８７９－４８８４

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ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ　ｂｙ　ｂｒａｉｎ　ｉｎ　ｖｉｖｏ．　Ｐｒｏｃ　Ｎａｔｌ　Ａｃａｄ　Ｓｃｉ　ＵＳＡ，　２００３，　１００：

Astrocyte-neuron lactate shuttle for energy supply in brain

Jin-Y ue Wang1, Xiao-Hong Wang2, Min-Sheng Chen3, Wei-Dou Feng4

1

2

Department of Foshan University, Foshan 528000, China;

Department of North east Normal University, Changchun 130026, China;

3

Department of Shenzhen University, Shenzhen 518060, China;

4

Department of Jilin sport scientific research institute, Changchun 130022, China

Abstract There is an astrocyte-neuron lactate shuttle in the brain. Cell-specific distribution of MCT2 and MCT4 are in close relationship with the direction of lactate shuttle. The concentrated distribution of MCT2 and MCT4 in astrocyte postsynapticdense regions and the endfoot membrane possibly contributes to the removal of inhibition on NMDA receptor and the pass oflactate through blood-brain barrier from blood circulation. Both neurons and astrocytes can use lactate and glucose as oxidizingfuels. The reason that in neurons lactate is the more preferred substrate than glucose needs to be further investigated. In the brain lactate comes not only from blood glucose but also from lactate in circulation, blood-brain barrier and glycogen of glial cells.

Key words brain; lactate; energy supply