流动相的选择
本人最近在做三甲基－喹噁啉二羧酸，但在用甲醇和水（水分别含5％和10％的甲酸），乙肼水做流动相，都没有分开，峰形呈严重拖尾，都是这样，各位大侠能否给点建议，最好应有点依据。谢谢！
分析一个样品，不是一拿来就试着用各种流动相来分离，而是首先要分析样品着手。是否为高分子化合物、粘度大、具有生物活性的生物分子、有些或全部的样品成分是否可电离(根据这样条件可选择色谱柱、流动相、柱温、流速、离子对试剂、是否需要预处理等等)...... 具体分析：首先应了解样品的溶解性质，判断样品分子量的大小以及可能存在的分子结构及分析特性，最后再选择HPLC的分离模式，以完成对样品的分析。
样品的溶解度，由样品在有机溶剂中溶解度的大小，初步判断样品是非极性化合物还是极性化合物，进而推断用非极性溶剂戊烷、己烷、庚烷等，还是极性溶剂二氯甲烷、氯仿、乙酸乙酯、甲醇、乙腈等来溶解样品，并通过实验判断。
若样品溶于非极性溶剂，表明样品为非极性化合物，通常可以选吸附色谱法或正相分配色谱法、正相健合色谱法进行分析。苦样品溶于极性溶剂或相混溶的极性溶剂，表明样品为极性化合物，通常选用反相分配色谱法或更为广泛应用的反相键合相色谱法进行分析。
若样品溶于水相，可首先检查水溶液的pH值，若呈中性为非离子型组分，常可用反相（或正相）键合相色谱法进行分析。若pH呈弱酸性，可采用抑制样品电离的方法，在流动相中加入硫酸、磷酸调节pH=2～3，再用反相键合相色谱法进行分析。若pH呈弱碱性，则可向流动相中加入阳离子型反离子，再用离子对色谱法进行分析。若pH呈强酸性或强碱性，则可用离子色谱法进行分析。由于除去固定相中的离子对试剂较慢，当改变流动相时，有时需要长时间的平衡；再由于离子对试剂纯度问题，使离子对中的基线波动问题和干扰问题现象比较常见。
优化条件在于最终色谱图中能产生出最多可分开的谱峰。了解化合物的化学结构，知道是否存在酸或碱，当流动相的pH值=混合物的平均pKa值或接近时,可能会使分离较好。先优化K； 随着容量因子的增加，谱峰会展宽，峰形变矮。(当所有谱峰符合1＜K；＜20的范围时，其流动相已接近最佳了； 再α(≥1.05)；最后优化N，不同微粒的柱子均有一个最佳流速，流速再高会降低N值；如果降低流速，则会增加工作时间，但分离度会更好。当流动相粘度增加时，N值也将降低；因此尽可能使用低粘度的溶剂。用最小RS法，另加常识(数一下峰！)，在大多数情况下将是最佳方案。
至于谱峰拖尾影响因素是很多的，可解决的办法有：
在缓冲不好或离子强度过低的分离中，也会出现保留值重现性差和峰拖尾。增加缓冲浓度（与样品大小相匹配）能大大改善此情况。
柱子变得严重拖尾，甚至出现双峰，通常是进口滤板发生了部分堵塞或柱进口处出现塌陷(可将空隙填满接着反相冲洗柱子)。柱子出现峰展宽、拖尾则标志着样品中有保留性极强的“污物”在柱子的进口处堆集起来。样品在柱子上超载能引起峰展宽、拖尾（或伸舌）。通常减少进样量或提高检测器灵敏度。
早出的峰拖尾最甚是仪器存在柱外效应的最好佐证。要排除柱外效应，这不用我来说了吧！
分析酸性或碱性组分，一般必须采用缓冲液流动相。流动相中无缓冲液，样品组分在柱内形成谱带的哪一部分会引起流动相pH增加或降低，样品组分改变了电离程度，产生峰拖尾。缓冲液除了能改变峰形外，还能改变峰的保留。一般用中等偏高的浓度有利于减少峰拖尾(0.05～0.1mol/L)。
可加适量的修正剂！
反相色谱的流动相通常以水作基础溶剂，再加入一定量的能与水互溶的极性调整剂，如甲醇、乙腈、四氢呋喃等。极性调整剂的性质及其所占比例对溶质的保留值和分离选择性有显著影响。一般情况下，甲醇-水系统已能满足多数样品的分离要求，且流动相粘度小、价格低，是反相色谱最常用的流动相。但Snyder则推荐采用乙腈-水系统做初始实验，因为与甲醇相比，乙腈的溶剂强度较高且粘度较小，并可满足在紫外185~205nm处检测的要求，因此，综合来看，乙腈-水系统要优于甲醇-水系统。
在分离含极性差别较大的多组分样品时，为了使各组分均有合适的k值并分离良好，也需采用梯度洗脱技术。