第一步 标本的取材 第二步 标本的固定

第一步 标本的取材

第一节    标本的取材

定义：取材是指从待检标本中按检查的目的、要求，在适当部位切取一定大小和数量的组织块的方法。其范围包括尸检，冰冻和一般病理组织活体检查及实验动物的取材。

取材是病理制片的第一步，取材难确与否直接关系到制片的质量和病理诊断。组织标本的选用非常重要，不能随意的切取组织来制作组织切片，否则病理检验的结果是不会令人满意的。

取材一般由病理医师在实验技术人员的配合下共同完成。

一、取材工具：取材刀具必须锋利。切取标本不应该挤压和揉擦，不应使用有钩镊子或血管钳等手术器械镊取标本，以免损害组织造成人为组织变化，给诊断带来困难或导致错诊，漏诊。

二、标本的选取：应选择病变或可疑病变的组织。必要时选取病变与正常组织交界处。切取标本的原则是求准而不是求量多，所以切取组织宜小不宜大，一般为（1.0-1.5cm）×1.0cm×（0.2-0.3cm），过大过厚会影响对标本的固定，另方面也影响切片的制作。特殊目的者应属例外。

1、取材要及时，组织块必须争取时间及时固定。组织的固定以愈新鲜愈好。

2、取材时对大体标本（肉眼标本）绘制图象，进行仔细描述。包括形状、大小，硬度，颜色，病灶（或可疑病变）部位等。对所取的组织应定位编号。

3、取切各组织块时，切勿挤压损伤，对典型或具有教学和科研价值的肉眼标本，不能因取材而对标本造成人为的“病变”。肠粘膜组织上沾有少量粪便，也不应以手拭去或以水洗去。

4、取下的组织块应尽量防止其弯曲扭转，如胃肠等组织，应先平展于草纸上粘着以后，慢慢地放入固定液中。固定液的量要充足，应为固定组织的10倍。

5、组织采取应在正常与病灶交界之处。组织形状最好为方形或长方形状，这样有利于制片。切不可以形状定位，组织厚薄要均匀。因为组织块的厚度决定固定的速度，要充分满足它在一定时间内全部达到适宜的固定。如组织厚薄不均，在脱水时将会引起标本变形或 曲，而影响制片。在典型病变部位不妨多切数块，以备日后添制教学切片或研究的需要。

6、微量标本和易碎标本，为避免破损或丢失应以纱布包裹，但包裹前纱布必须浸湿，以免标本粘附纱布上。

7、各组织块应包括各脏器的重要结构，如肾脏组织包括皮质部分和髓质部分。在有浆膜的脏器（如胃等）组织块中，要至少有一块带有浆膜。

8、组织内的钙化病灶或骨质，应在充分固定之后进行脱钙，组织内的非病理性异物应予剔除。

9、标本上（组织块）附着的软组织如脂肪等，如属非病变成分，则应在不影响病理诊断的原则下，尽量剥去或切除，以利制片。

10、组织块的固定时间不宜过长或过短，不同的固定液，固定时间有所不同，固定后的组织需要用流水冲洗，再进行脱水制片。

11、切取镜检组织块后，可将剩余的组织放入70%洒精中保存，这样有利于日后再取材切片时的细胞染色。

第二步 组织的固定

一、固定的意义

固定是指将各种组织浸入防腐剂内，使细胞内的物质为不溶性。固定的作用即是用一种方法将组织尽可能保持在它原来的形态，且能适于某些研究程序。

凡是需要制作作病理检验标本的各种组织，无论是制作切片标本，还是制作巨体标本，首先必须固定。在制作切片过程中，固定最为重要的步骤，一张优秀的组织学切片是建立在适当而完全的固定基础之上的。固定不良在以后制片的任何阶段皆不能补救。因此制片的优劣首先取决于最初固定适当与否。

重要的是，被固定组织在动物死后或从活体切取后要尽可能立即固定。及时的取材给迅速固定提供了先决条件。如果不迅速固定，造成固定不良，将导致染色不良后果。组织的良好固定，应该是一次性的；某些固定剂还具有助染的作用，可使细胞各部易于着色。固定不良的组织，即使进行补充固定也起不到改善染色的效果。

二、固定的目的和效果

固定组织的目的是设法得到接近正常生命状态的细胞结构，有人说“形态学的美是良好固定产物”，这说明固定的特殊重要作用。

1、抑制自溶和腐败：组织的固定能保持细胞与生活时的形态相似。因为当机体生命活动停止、或局部器官、组织割离机体之后，组织细胞的代谢功能即行丧失，新鲜组织如果不经固定，任意放置，由于细胞内酶对蛋白质的分解，以及细胞的孳生等各种因素的作用，则易因细胞繁殖而致组织腐烂。细胞内的蛋白质分解酶将蛋白质分解为氨基酸后脱离细胞而引起组织的自溶。

2、保存：细胞经过固定，不但可以防止自溶和细菌性腐败，而且能沉淀或凝固组织内的各种成份和病理代谢产物，如蛋白质，脂及脂蛋白、脂肪、糖类、色素，其它碳水化合物，无机成份，微生物等都可以经过固定而保存下来，并在制片过程中不为其他试剂溶解破坏。

3、硬化：固定剂的硬化作用能使柔软组织（如脑）的质地变硬而易于操作。

4、胶质物体的固化：固定能使细胞正常的半液体状（溶胶）变为不能逆转的固体状（凝胶）粘度。

5、肉眼鉴别：固定可将各种细胞和组织成分的析光率作不同程度的改变，增强组织的析光指数，这样能使各种染色成份较之未固定时更容易辨认。

6、对染色的影响：某些固定剂尚具有一定的媒染作用而增进染色（如苦味酸对于染色的媒染作用）可使细胞各种部位易于着色，所以组织固定后有利于制片染色和在显微镜下的观察。此外，固定剂有时也会影响染色效果，导致着色效果不理想（如福尔马林对水溶猩红S染色的影响）。

7、渗透和固定：固定还可以使组织和细胞的各种渗透压不再发生改变，在制片时就能在最大范围内保持组织和细胞的原来形态。

三、固定的方法及注意事项：

为使组织固定充分，应做到固定容器要合适、固定时间要充足，固定液量要足够。

1、应选择合适的容器：一般容器的容积是组织的10~15倍以上。标本瓶应选择瓶口较大的为宜，这样便于固定后的标本经小口瓶硬塞进去，这样不仅不利于标本易于取出，还可能造成人为挤压组织而致形态变化，对大件的标本应按巨检常规切片后放于容器固定。

2、组织固定的时间要足够：根据标本体积大小不同，固定时间应有所不同，组织越大越厚，固定时间应越长，反之。一般4—12小时或更长。在温箱内将固定液稍加温，可使固定作用加快而缩短固定时间。

3、应该使用足量的固定液：多比少好，一般应为组织体积的5—10倍，最少也不应于五倍。标本最好悬浮于固定液之中，漂浮于固定液之上或沉于固定用器之底部，都不利于固定液对标本的渗入。如标本块多时，固定时不应重叠。不要先将标本块放入容器后再注入固定液，以免标本贴付于器皿，形成固定不均匀之弊。新鲜标本应及时固定，否则或因组织陈旧，或因固定不当，而使组织原有结构消失而影响观察。

标本经固定后，应及时制作切片，如不能及时制片，而该固定液又不能作为保存液时，应改换适当的保存液。

在配制混合液时，应了解每种固定剂的理化性质，氧化剂不能与还原剂混合，以免引起化学反应，失去固定作用。

对于某些需要制作神经染色和酶反应等组织的固定，要求较一般严格，组织的大小，固定的时间，温度的适当都应慎重考虑，尤其是对于酶反应的固定液，一般都要置于冰箱，在低温的条件下进行固定。固定不好，是得不到满意的切片和合乎标准的反应效果的。

任何固定液对人体都有损害作用，因此固定液的容器必须密闭，以防挥发损伤器官和眼睛，忌用手与固定剂直接接触，以免损伤皮肤。

四、固定剂的选择

理想的固定剂应该具备下列几种性能：

1、渗透性强：固定剂必须能迅速渗入组织，这样组织内各种成分才能尽快地被固定在原位置，而不致弥散。

2、组织在固定液的作用下，不应发生显著的收缩和膨胀现象。实际上经过固定后的组织，由于蛋白质发生凝固或沉淀，必然导致组织出现不同程度的收缩或膨胀。因此，良好的固定剂应尽量减少组织发生这类变化。

3、固定剂应该有利组织切片和染色，这其中含有两种意义；

（1）固定剂对固定后的组织应有利于染色剂的染色。例如：重铬酸钾对于类脂质具有一定媒染作用；中性福尔马林比一般福尔马林所固定组织更优于核的染色。

(2)固定剂能将组织或细胞中某些必须观察的成分予充分固定而保存下来，以便染色。例如：酸可以渗入脂类物质使其固定下来而不至在制片过程中为酒精和二甲苯溶解或较少地溶解，并可用石蜡包埋进行切片。糖原的证明，则宜使用非水溶性固定剂如无水酒精、Camoy氏固定液等。

4、固定液应该同时也是一种较好的保存液。

实际上，没有哪一种固定液，无任是单一固定液或混合固定液都能够完全达到上述要求。各种固定剂性能和作用都不尽相同，因此，对标本的固定应根据组织的制片目的和要求去选择适当的固定剂。

五、固定剂的种类

组织制片技术上所使用的固定剂种类繁多，性能各有不同，有的为氧化剂，有的为还原剂；有的呈酸性，有的呈碱性；有的渗透力强，有的渗透力弱；有些易使组织收缩，有些则使组织发生轻微膨胀现象。一般地说，单一固定剂要想使组织固定后达到某种特殊染色要求是比较困难的。因此，在标本固定中常使用两种以上成分（固定剂）的混合固定液。

六、用做固定剂的试剂

1、单一固定剂：

仅由一种化学物质加水溶解后用以固定标本的固定液叫单一固定液。常用单一固定试剂有甲醛，洒精，冰醋酸，苦味酸，重铬酸钾，饿酸，氧化汞 ，丙酮等。除福尔马林，酒精和丙酮常用作单一固定剂外，其它多作混合液中的一种成分。

（1）甲醛  formaldeloyde  (HCHO)

甲醛是一种气体，约有40%重量溶于水，是一种还原剂，颇易挥发，这种饱和溶液称为甲醛溶液；商品名叫福尔马林。

甲醛是一种使用广泛、简便的固定剂，同时又是一种良好别的标本保存液。经它固定的标本，可适应一些特殊染色。

甲醛的优点：

① 渗透能力强，固定均匀。

② 收缩小。

③ 能保存脂肪和类脂体（冰冻切片法）。

④ 能增加组织韧性。

⑤ 对抗原保存良好。

甲醛的缺点：

①溶解糖类和尿酸结晶。

② 经甲醛固定的陈旧组织较易产生色素沉淀。（去除方法：用Schridde法：浓氨水1毫升加入75%酒精200毫升内，切片脱蜡后处理30分钟，如还有再延长，流水冲洗）。

常用10%甲醛溶液的配制方法：

售甲醛水溶液（40%）                    10ml

水（自来水）                          90ml

福尔马林主要是由甲醛的聚合形式构成，然而聚合形式的固定效果低于单体形式构成的10%福尔马林，为阻止在放置一定时间的重聚作用，一般将溶液的PH值调节至中性或偏碱性。

甲醛与蛋白质是在分子间的交联上起反应，最终产生一种不溶性产物。它经过络合交联，使蛋白质固定，能较好地保存脂类；对肝糖也有固定作用，但必须及时固定及时处理，以免产生水解。

甲醛当长期贮存，特别于寒冷气候下，自行分解，可变混浊，有白色沉淀物，这种沉淀即三聚甲醛，是甲醛的一种聚合形式（加热可重新分解成甲醛）。商品福尔马林用甲醇阻止聚合作用。有时由于溶液不纯或甲醛氧化产生的甲酸成分使溶液呈酸性，酸性的甲醛溶液使标本嗜染酸性、严重时可导致细胞核的嗜酸性染色。因此，在备用的甲醛中宜放入小量的碳酸镁或碳酸钠作为中和剂。如果每100毫升的福尔马林固定液中加入5ml的吡啶，则可调整PH为7。不过，这些方法不能永久保持其PH值；欲望使其长期保持中性，则需以磷酸缓冲液作溶剂进行配制。其配制方法如下：

10%福尔马林 1000ml

磷酸二氢钠（NaH2PO4） 4g

磷酸氢二钠（Na2HPO4） 6.5g

（2）酒精（C2H5OH）

可单独用作固定液；亦可作混合固定液，因为酒精（乙醇）是一种还原剂，所以不可与铬酸，重铬酸钾或锇酸等氧化剂相混合使用。在氧量不足时酒精易氧化成乙醛；氧量充足则能生成酯酸，所以在正常情况下，酒精是偏酸性试剂。

酒精为常用的有机溶剂，能溶解多种有机物，高浓度酒精能凝固白蛋白，球蛋白和核蛋白，对肝糖有固定作用，核蛋白和肝糖经酒精固定成水溶性状态，因此，经酒精固定的标本如果固定后用水洗涤，则核着色欠佳，肝糖也将被水解。作为一种脂溶剂，浓度在50%以上的酒精可溶解脂肪和类酯体，因此，对脂类的证明，高尔基氏体，线粒体等染色不宜使用酒精作固定剂。

酒精还可溶解血红蛋白和损害多数其他色素，因此，如果证明组织蛋白的色素时也不宜以酒精作为固定剂。

浓酒精有较大的收缩力，被它固定的组织收缩显著，表面发硬，因而酒精较难渗入到组织中去，组织必须用酒精固定时宜先用80%的酒精固定数小时，然后再换95%酒精，这样可以避免组织过度收缩，因此它的穿透力缓慢且与组织长期接触能使之硬化，如需要证明尿酸结晶和保存糖类，则须用100%酒精固定。

酒精既有固定作用，又有脱水作用，经酒精固定的标本不需洗涤，可用较高浓度酒精直接进行脱水，也可暂存于70%酒精中。

（3）醋酸（CH3COOH）

纯醋酸为无色，具有强烈刺激性的酸性液体，温度低于17℃时呈固体状，形成冰样结晶体。所以，一般称为冰醋酸。

醋酸因使胶原纤维肿胀，故不能单独使用；但在混合固定液中有抗其它试剂使细胞皱缩的作用。因此，醋酸常同酒精配制成为混合固定液来抵消经过固定所引起组织的高度收缩和硬化的作用。

醋酸可与水，酒精等溶剂相混合。一般使用浓度为0.3～5%，以5%为备用液。用醋酸固定后的组织不必水洗，即可直接投入50%或70%酒精之中。醋酸的渗透性很强，一般较小的组织块只须1小时即可。

醋酸可使核蛋白沉淀，因此染色质固定很快，是染色质良好的固定液。对蛋白质具有保存作用，对脂类、糖不产生影响，高浓度醋酸则可溶解脂肪及类脂，并使线粒体和高尔基体被破坏或变形。所以，一般配制含醋酸的混合液时，其浓度都不超过5%。

（4）苦味酸（C6H2(NO2)3OH）

苦味酸是一种具毒性的黄色结晶体，味苦，在空气中干燥时有爆炸性，故需保湿保存，最好是储存在一层水下。一般情况下，制片室将苦味酸制成饱和溶液作为常备用液，通常固定的浓度是饱和液，其饱和度为0.9%~1.2%。苦味酸溶于酒精，二甲苯，固定后的组织经酒精脱水即可。苦味酸也是一种良好的组织染色剂，经苦味酸固定剂固定的组织作三色染色可使颜色对比鲜艳。

苦味酸能沉淀一切蛋白质，并与其结合形成苦味酸盐，遇水时，其中有的部分可溶与水，因此在一般情况下，组织经苦味酸或含有苦味酸的固定剂固定后，这种水溶性苦味酸盐在与水接触前需先经酒精处理使其呈不溶性，可以70%酒精浸洗，在酒精内加上少量碳酸锂或氨水即可被洗去。或者是不经水洗，直接投入70%酒精脱水。在脱水过程中，苦味酸可被各级酒精溶解洗去。即使不能全部洗去，亦不妨碍染色，脱水酒精虽被染黄，但亦不失其脱水效果。

通常苦味酸沉淀红细胞，可移走铁离子，特别是仅少量存在时可使RNA抵抗核糖核酸酶的消化。

（5）重铬酸钾(K2Cr207)

重铬酸钾为一种橘红色有毒性的块状结晶体，溶于水，不溶于酒精，为一种强氧化剂。所以其水溶液不应与酒精，福尔马林等还原剂相混合使用。在某些情况下，同福尔马林混合固定标本时，只能在使用前相混合，过久即失去固定作用。经重铬酸钾固定后的组织应及时进行水洗脱水，否则标本变硬脆化，不易制成切片。如不能当即制作切片，可将标本保存于福尔马林液内。

重铬酸钾对蛋白质的结合作用像福尔马林一样，固定胞浆不易引起沉淀作用。但在溶液中加入醋酸，PH为3.75时，会使染色质和细胞浆硬化，使之产生铬酸，才能使蛋白质呈网状沉淀。重铬酸钾对细胞质，染色质固定良好，但染色质则被溶解。未酸化的重铬酸钾虽不能沉淀蛋白质，但可使蛋白质变为不溶性，还可以保护磷脂类，亦能固定类脂物，使其不溶解于脂溶剂。因此，可以固定高尔基氏体和线粒体。

重铬酸钾不是糖的固定液，用重铬酸钾（或铬酸）固定的组织几乎完全不会发生收缩，但经酒精脱水时，则收缩明显。所以在脱水之前，组织需用流水冲洗16－12小时。如把含铬组织直接转移到酒精内，会形成一种非溶性低氧化物而不易除去。

重铬酸钾有溶解染色质的缺点，一般备用液为5％水溶液，固定液使用浓度为1％－3％水溶液。

（6）铬酸（CrO3）

为暗红色或带暗紫色的块状结晶，具有强酸性及腐蚀性，剧毒，易潮解，为强氧化剂，应置于暗处。它是Orth氏液或ZenRer氏液等复合固定剂中的一种成分，不应同酒精、福尔马林等还原剂混合使用。铬酸与乙醇，乙醚少许接触即可引起爆炸。

铬酸可沉淀所有的蛋白质，使不溶于水，并可保存糖类。铬酸水解DNA系将其戊糖转变为一种醛；亦可将糖类转变为醛。因此DNA和糖类不需经过常规PAS或Feulgen反应的预先处理即与Schiff试剂呈阳性染色。

铬酸的渗透力较低，对标本收缩轻微，经铬酸固定剂固定的组织像用重铬酸钾固定一样需彻底水洗，将组织中铬酸全部洗去，否则在脱水过程中，铬酸与酒精作用生成氧化铬的沉淀，使组织脆化，且不易于组织的着色。铬酸适合固定的浓度为0.5%～1%。

（7）四氧化锇（OsO4）

为微黄色结晶，通常密装于安瓿内出售，为强氧化剂，一般认为它使未饱和键氧化。对饱和脂肪不起反应，未饱和脂类可还原OsO4，易氧化为黑色氢氧化物，溶液呈中性，挥发性强，在操作四氧化锇时应小心，因其气体有刺激性，会引起结膜炎。遇热和光时易还原，故应贮于冷暗处。平时溶液密闭有色瓶中，并置于冰箱内。

四氧化锇是脂肪和类脂质的固定液，用以显示脂类（例如髓脂类）。能使单个细胞或小组织的微细构造得以极好地保存，因此几乎是用于电子显微术最佳固定剂。组织经固定后，脂肪，类脂呈黑色，微溶于二甲苯及酒精，脱水后最好以苯作透明剂。

四氧化锇的渗透力弱。组织块如过2－3厘米厚度则穿透不良和不均。所有含四氧化锇固定剂的固定作用皆很不均匀；固定不良的组织切片表现周围有一圈过度固定的暗色区带；中心为固定不足致使细胞微细结构不清的区域。有些成分变暗是由于无色的OsO4转变为黑色水合物OsO4 5H2O形式。

四氧化锇常与铬酸，醋酸，重铬酸钾等混合使用，固定后的组织需经流水冲洗，否则在脱水酒精中易被还原产生沉淀，不利于核着色，在每10毫升溶液中内加入1滴饱和氯化汞水溶液有助于制止还原作用。

混合固定液的种类很多，本章内所述的固定剂皆是较常用的，特殊染色所需的固定剂皆列在相应的标题下。

（1）Miiller氏液

配方：重铬酸钾       2.5g

硫酸钠         1.0g

蒸馏水加至       100ml

此液固定作用缓慢，但颇均匀，收缩亦小。多用于媒染和硬化神经组织，在这种固定溶液中，重铬酸钾未经酸化，所以对染色质无固定作用。不适用于一般细胞学染色。除用于骨骼标本外，此液是一种不常用的固定剂。固定时间数天至数周，在固定过程中，需要每日更换新液并置暗处，固定后的组织用流水冲洗，再放入酒精中脱水。

（2）Orth氏液（Mullr氏液＋福尔马林）

配方：重铬酸钾　　　 2.5g

硫酸钠       1.0g

福尔马林     10ml

蒸馏水   加至 100ml

一般以Mullr氏液为备用液，用前以9份Mullr氏液加1份福尔马林混合而成，因为重铬酸钾是氧化剂，福尔马林为还原剂，混合后久放即失去固定作用。

固定0.5厘米的标本块约需3－4日，每日需更换新液，标本固定后要充分水洗，然后进行脱水包埋。如固定过久，标本变脆，颜色由棕黄转变为黑色，则不能制作切片，标本经固定后如不能及时制片时，应将标本保存于福尔马林内或70%酒精中。

Orth氏液对染色质，线粒体有较好的固定效果。硫酸钠在固定液中有助于渗透作用，在一般情况下，可省去不用。

（3）Zenker氏液（以Muller液为基液加入氯化汞在临用前再加醋酸混合而成）

配方：重铬酸钾         2.5g

硫酸钠           1.0g

氯化汞           5.0g

蒸馏水     加至   100ml

冰醋酸（临用时加入） 5ml

Muller液加入醋酸后则不能贮存，未加醋酸的溶液（ZenRer氏原液）可保存较久。此液加入冰醋酸后，与重铬酸钾作用生成铬酸，是蛋白质的良好固定剂，其穿透力迅速而均匀硬化组织能力强，经它固定后的标本利于盐基性染色剂着色，胞核和胞浆染色颇为清晰，是一种优良的常规固定剂。

Zenker氏固定液中含有两种蛋白质和三种染色质的固定剂：

所以Zenker氏液在组织学和病理学方面均较广泛使用，固定作用通常于12小时内完成。固定薄组织块2－4毫米时，固定12－14小时，然后用流水冲洗过夜（以除去多余的铬化物，汞色素须用碘来脱除）后进行脱水，或保存于80%酒精中。

（4）Heely氏液

Heely氏液将Zenker氏液中的醋酸以福尔马林替代，并名之为Helly氏液。液中重铬酸钾未经酸化，对细胞质固定较好，对造血系统（骨、髓、脾、肝）等为一良好固定液。用于结缔组织染色效果也好。

配方：重铬酸钾       2.5g

硫酸钠         1.0g

氯化汞         5.8g

蒸馏水   加至   100ml

临用前加福尔马林   5ml

此液配好后24小时内有效，组织固定12－24小时后，流水冲洗，脱水。

（5）Bouin氏固定液

配方：苦味酸饱和水溶液       75ml

福尔马林（40%甲醛液）   25ml

冰醋酸             5ml

此固定液保存性良好，渗透速度快，穿透力迅速而均匀，且很少引起收缩，不使组织变硬和变脆，固定后的组织用三色染色法着色鲜艳绚丽，过量苦味酸使组织呈黄色，但并不妨碍染色，毋须洗净除去。

此液也是皮肤组织较好的固定液，它可以软化表皮不使其变硬变脆。利于切片，对蛋白质核酸有较好的固定作用，一般固定时间为数小时至一日。

（6）Carrnoy氏固定液

配方：无水酒精       60ml

氯仿         30ml

冰醋酸       10ml

此液穿透力非常块、固定力强，对核固定良好，并可保存糖原也用于糖类的固定。于脱氧核糖核酸（DNA）和核糖核酸（RNA）的固定。一般组织固定2－3小时后即可直接投入95%酒精和纯酒精中进行脱水，因此也可作快速固定的固定剂，厚度2－9毫米的小块组织仅需15分钟即可，外检胸腹水经过离心沉淀后，将沉淀物用Carrnoy氏液固定可制作石蜡切片。

（7）醋酸－酒精－福尔马林混合固定液

配方：福尔马林     10ml

冰醋酸       5ml

70%酒精     85ml

这种混合固定液通常简称“AAF”固定液。使用较广泛，配制时一般可以酒精作为溶剂，然后加入福尔马林，醋酸。酒精可因组织种类不同而采用不同的浓度，在常规切片中，我们常采用浓度为95%酒精。

此液对糖原的固定佳良，就是说在蛋白质成分完全固定之前可以防止糖类溶解，加入醋酸以保证蛋白质的固定，由于酒精和福尔马林二者皆为迅速穿透的试剂，这是一种相当好的快速固定剂，对临床外检工作特别有利，福尔马林对组织染色效果较好，醋酸可以防止酒精而引起的收缩。常温下，5毫米厚的组织固定4小时即可，加温（60℃）条件下，一般组织半小时内可固定良好，固定后组织直接放入95%酒精中脱水。

其它常用固定液配方

（8）10%甲醛生理盐水液

配方：福尔马林     100ml

氯化钠       9.0g

蒸馏水       900ml

(9)缓冲福尔马林液

配方：福尔马林                   10ml

磷酸二氢钠（NaH2PO4 2H2O）       0.4g

磷酸氢二钠（Na2HPO4）           0.65g

蒸馏水                     100ml

缓冲福尔马林固定剂具有能较好地保存细胞结构和某些细微结构，适于免疫组织化学染色和电镜观察，并且可较长时间保存组织（半年至一年）而又不影响制片和染色。是近年来越来越受到重视的固定剂。