内脏痛的研究
【关键词】 内脏痛;研究 内脏痛及痛过敏主要由胃肠道疾病引起,是内脏疾患的主要症状之一。内脏痛与躯体痛相比,后者具有疼痛表浅,定位确切,容易辨认,而内脏痛则病因多源、表现多样,与损害程度的相关性较小,且病人往往诉说不明、疼痛部位不定等特点,这给对其病理生理和药物治疗的研究增添了不少难度。因此,对内脏痛及其痛过敏机制的认识,始终落后于躯体痛。近年来,随着新实验技术、先进无创观测手段的出现,以及新颖动物内脏痛模型的建立,对内脏痛及痛过敏的起因、中枢及外周生物物理和生物化学机制,以及药物治疗措施等方面的研究已较深入,并取得了显著进展。 1 内脏痛动物实验模型 在以往的几十年中,为建立内脏痛模型,多数以大鼠为对象采取局部机械刺激手段(诸如利用球囊充气来扩张直肠或结肠等)来诱发内脏痛。近年,已改用炎症或化学致痛诱发内脏痛模型,用以评估自发痛或不适的行为改变,例如:①根据功能性肠疾患多种痛起源因素使痛阈降低的原理,将肠的上段或下段实施局部扩张,而在其腔内使用如三硝基苯磺胺酸、福尔马林或醋酸等药物,从而诱导扩张刺激高敏性的内脏痛模型;②感染后内脏痛模型,通过感染寄生虫,诱发过敏性休克或败血症性休克,导致肥大细胞增生,从而造成对扩张刺激高敏的内脏痛模型;③对膀胱壁使用抗癌药环磷酰胺的毒性代谢物——丙烯醛,而引起毒性膀胱炎,构成内脏痛模型[1]。对上述内脏痛模型实验的观察指标包括:反应阈值(第一次腹痉挛),反应强度(腹痉挛数、特异姿势数、心血管反射、反应范围)等。 2 内脏痛及痛过敏与神经介质的研究 今虽发现内脏痛及痛过敏与相关的介质有关,但尚未能区分内脏痛或躯体痛介质的特异性。即除κ-阿片受体激动剂外,尚未发现对内脏低或高阈值机械感觉神经元或脊髓内有高度选择性的即刻或延迟性神经元介质。现认为与内脏痛密切相关的神经递质有以下几类。 2.1 五羟色胺(5-HT) 5-HT由小肠释放,引起肠嗜铬细胞、血小板和肥大细胞脱颗粒,再通过特异受体激活内脏传入纤维,其初级传入纤维末端的5-HT3受体与钠通道结合。低剂量5-HT3拮抗剂静脉注射即可出现明显的内脏痛过敏,影响大鼠肠扩张反射。5-HT3受体也存在于中枢神经系统,例如边缘结构、脑干和脊髓。在脊髓背角的5-HT3受体位于表层突触前和神经元内,与5-HT结合而在脊髓水平上产生镇痛。另一些5-HT受体亚型如5-HT1A,已证明与内脏伤害性传入的中枢和外周介导有关,其受体激动剂对胃扩张具有中枢抗伤害性作用,而其受体拮抗剂在直肠结肠痛过敏模型中有抗伤害性作用。 2.2 缓激肽(BK) 对BK今已鉴别出有B1和B2两个受体。BK所引起的大多数病理生理伤害系通过B2受体介导,但今已有越来越多的证明提示B1受体优先与BK代谢物结合。当某些类型肠损伤后,B1受体被选择性上调,在内脏呈慢性表达、激活,并导致痛过敏物质如前列腺素释放。不同的刺激可促使内源性NGF从肥大细胞释放,可能增加初级传入纤维对BK的敏感性。非选择性的B1和B2受体拮抗剂具有内脏抗伤害作用,可降低鞘内注射醋酸和尿酸盐结晶导致的内脏痛,或减弱或抑制感染后的空肠痛过敏[2]。 2.3 速激肽(NK) 许多C-传入纤维具有神经激肽“静息受体”,但可通过外周组织炎性过程而导致敏感化,在与肠炎相关性的脊髓和外周水平上,NK1和NK2受体表达增加。NK1受体基因缺陷的小鼠则缺乏内脏痛和痛过敏表现。NK1受体在神经炎症引发的内脏伤害性刺激中,对中枢伤害反应和外周炎性反应发挥着重要作用,并调节内脏伤害性机械刺激反射。Laird指出可能存在两条内脏神经炎性痛过敏通路,一条需要依赖NK1受体,另一条则不需要完整的P物质/NK1信号[3]。动物内脏痛研究显示,NK1受体拮抗剂可通过抗炎反射而防止炎性内脏痛过敏,但对已存在的高敏感性则无拮抗作用;NK2和NK3受体拮抗剂通过作用于中枢和外周的NK2受体及外周的NK3受体,可减少内脏痛。NK3和它的外周NK3受体参与炎症性肠痛过敏:NK3受体位于内部初级传入神经元(IPANS),而IPANS起到初级换能器作用——由扩张刺激激活IPANS的牵张-敏感性离子通道;NKB活化NK3受体,释放易化扩张信号,激活初级传入纤维。 2.4 降钙基因相关肽(CGRP) CGRP存在于大多数内脏的传入纤维,当内脏神经切断术或应用感觉神经毒素——辣椒辣素后,CGRP免疫反应则几乎全部消失。约有50%CGRP免疫反应阳性传入神经元,也呈现阳性的SP/NKA免疫反应。脊髓水平初级传入纤维中枢端释放CGRP,对于内脏痛过敏的发生起到重要作用。静脉注射CGRP1受体拮抗剂可抑制清醒大鼠腹膜注射醋酸导致的腹痉挛,且阻滞腹膜炎引起的胃排空抑制。CGRP也参与介导低位肠扩张所引起的疼痛。 2.5 N-甲基-D-天冬氨酸(NMDA) 最近研究显示,肠的内脏感觉神经元内存在NMDA受体,参与肠或泌尿道炎症痛的内脏初级传入纤维外周敏感化,其优势亚型目前还不清楚,但已知NMDA受体拮抗剂主要作用于NR1/NR2B亚基,具有明显的内脏抗伤害作用,例如氯胺酮即可抑制正常输尿管的伤害性反射。由此推测,适量NMDA拮抗剂有可能选择性治疗内脏痛敏感[2]。 2.6 白介素-lβ(IL-lβ) 肠系膜缺血可活化腹部内脏神经,从而引起内脏痛;局部应用白介素-lβ可导致机械、热、化学刺激的躯体传入敏感化现象。据此推测,白介素-lβ可能也参与内脏缺血和化学刺激传入冲动的激活或敏感化。实验表明IL-lβ通过白介素-Ⅱ型受体可使猫对内脏缺血和化学刺激(组胺)产生腹部神经敏感化[4]。利用清醒大鼠腹膜内注射脂多糖引发直肠扩张敏感性增高的新型内脏痛模型,研究中枢IL-lβ是否参与其中,结果是肯定的[5]。 2.7 其它介质 ①大麻(CB)是久被用于治疗胃肠道疾病的药物。内源性大麻物质今已能从肠匀浆分离出。利用继发免疫荧光法,观察到猪肠神经系统的CB1-受体,定位于胆碱能神经元内,可能参与内脏痛机制[6]。②组胺-1(H1)受体在痛觉中的作用,可通过受体基因敲除小鼠进行研究。H1受体基因敲除小鼠(ICR)与野生小鼠相比,其对内脏伤害性刺激的敏感性明显降低。观察不同的H1受体拮抗剂对ICR小鼠的影响,进一步证实了H1受体对痛阈也产生影响[7]。③对正常大鼠或醋酸直肠结肠扩张性内脏痛大鼠,给予生长抑素静脉注射,不能减轻伤害性反射,但如果经鞘内注射则可明显减轻上述模型的伤害性反应,提示生长抑素对大鼠不具内脏痛外周(盆神经)调节机制,其抗伤害作用系通过中枢位点所介导[8]。④在许多组织中已鉴别出嘌呤受体亚型P2X3,认为与伤害性感受有关。最近研究指出,嘌呤介入机械感染传导,即ATP在上皮细胞系导管(如输尿管和肠)和囊袋(膀胱)扩张时释放,并作用于上皮下神经丛P2X3受体,由此传输信号通过脊髓抵到脑的疼痛中心[9]。 3 内脏痛及痛过敏的神经机制 分布于内脏组织中的初级感觉神经元和神经,已被确认为与内脏痛过敏的发展有关。初级传入神经元已被证明参与急性和持续性内脏痛和痛过敏。 3.1 持续内脏痛过敏的外周机制 3.1.1 提高对正常腔内容物的敏感性 究发现胆盐快速注入结肠,可明显增加内脏机械敏感性感受纤维(多型)的活性。在所有的实验证明,结肠扩张反射的等级并不增加,但静息活性则明显增高。在无结肠炎症时,将胆盐快速注入肠内可增加脊髓的传入冲动。当机械敏感性受体因感染或炎症而造成损伤后,若再暴露于胆盐或其它正常内容物,则不适和疼痛将益发加重。由此推测,当功能性肠异常患者的化学敏感性粘膜受体暴露于正常内容物时,可能提高其反射性中枢神经系统传入冲动的扩增。 3.1.2 神经损伤 外周神经干的兴奋(神经炎)或直接损伤(神经病)可改变中枢神经系统的传入信号。在单个躯体神经炎动物模型中观察到,可出现具有特征性的痛过敏现象,但还未能表明当脊髓内脏传入神经干损伤时,会出现相似的内脏刺激反射的扩增。内脏神经病主要与内脏功能改变有关(如便秘),但是否参与功能性肠异常的感觉改变,目前还不清楚。但在大鼠盆神经炎模型上,初步观察到低扩张压力(生理压力)对内脏反应等级和自发活动均有明显增加。 3.1.3 离子通道 内脏或神经损伤可能改变内脏感觉神经元的电压-门控通道及其配基。这些通道包括:电压门控钠和钙通道、酸易感和温度易感离子通道;内源性配基包括5-HT或ATP门控的离子通道。虽然许多离子通道已被克隆,但目前还不能在外周神经末梢上进行直接研究,而只能以感觉神经元细胞体作为替代,研究推测位于内脏神经末梢、脊髓背根神经或神经节细胞体的上述通道的功能。通过示踪技术了解到,结肠感觉神经元包括河豚毒素敏感性和河豚毒素抵抗性的电压-门控钠通道;辣椒辣素-敏感性的阳离子通道(温度敏感性通道)和牵张激活性的钾通道。目前还不知道内脏损伤后,这些通道的数目、亚基组成或生物物理学特性,但已知通过炎性介质可使河豚毒素抵抗性钠通道的电流增加,参与外周痛过敏[10]。 3.2 内脏伤害性刺激在中枢的表达 3.2.1 采用Fos蛋白表达作为神经元激活的标志,观察内脏痛活化脊髓腹侧导水管周围灰质(vlPAG)部位的情况显示:来自心脏或腹部的疼痛可活化胸髓表层、深部背角和背侧细索的神经节。采用逆行轨迹和Fos免疫组化相结合技术揭示,被深部躯体痛活化的vlPAG-反射神经元位于上颈髓和腰骶髓;被内脏痛活化的vlPAG-反射神经元仅限于胸髓。因此,内脏痛和深部躯体痛活化vlPAG的神经元系通过不同的脊髓路径实现的[11]。 3.2.2 背柱正中部位切除术被认为是解除骨盆内脏痛的有效外科手段。在麻醉小鼠胰脏表面应用缓激肽,以及胰脏灌注缓激肽模型上研究其机制,表明背柱毁损可明显减少胰脏应用缓激肽所致的丘脑神经元兴奋现象,丘脑中继的胰脏伤害性信息传导系通过脊髓背柱完成的。但应指出,对于那些复杂行为反射而言,脊髓背柱并非是唯一的伤害性信号中继途径[12]。 3.2.3 内脏急性炎症可引起大鼠两级脊髓内脏伤害性神经元出现不同程度的改变。定量神经生理研究已检出至少有两类脊髓神经元(即速变型和稳定型)可被伤害性内脏刺激-直肠结肠扩张所激活。在结肠内滴注25%松节油盐溶液炎症模型可见:全部稳定型神经元在滴注松节油1h时,开始出现直肠结肠扩张刺激增加,而速变型神经元则不受影响,证明内脏伤害性传导系通过双重路径传导的,且以稳定型神经元的传导占优势[13]。 3.2.4 在腹膜醋酸注射大鼠模型组,因伤害性内脏刺激导致的下丘脑Fos-样免疫反应神经元表达,多于腹膜盐水注射和苯福林静脉注射对照组。前者在前部丘脑腹侧及室上核和视旁核可出现大量Fos-阳性神经元。电生理学研究确认,在前部丘脑侧面及其周围的大量神经元可被伤害性内脏刺激所激活,且在这些细胞内的内脏躯体神经汇聚率增高(66%被躯体刺激激活的细胞,也可被内脏神经电刺激所激活)。功能性解剖和电生理研究已检出,前部丘脑腹侧的神经元是伤害性内脏的传入区,且投射于中脑导水管周围灰质,特别是腹侧柱[14]。 4 应用影像学技术研究内脏痛 4.1 应用正电子成像术(PET)和磁共振机能成像术(fMRI)研究大脑活动指出,神经元活化与局部血流量和血氧容量系按照相关原理进行的。研究健康正常人或肠易激惹综合征(IBS)病人对疼痛性直肠扩张的反应,发现正常健康人对急性直肠扩张的表现为前扣带回(ACC)活化,且与刺激强度密切相关,但不涉及其它脑区;而在IBS病人则表现为左额前皮质激活而不是ACC。ACC区是阿片受体高密度区,它的激活可能与中枢疼痛抑制有关;额叶活化则可能系激活警戒网络所致。这两个脑区的表现呈彼此相反的抑制,可以设想,IBS病人不出现ACC激活而是额前叶优先激活,表明是一种与内脏痛相关的中枢性功能障碍。 4.2 最近对健康人直肠痛中枢的研究显示:在球囊扩张导致的直肠不适的反应中,岛叶、ACC、顶下小叶、初级躯体感觉中枢(SI)和额前区、运动区,扣带回后部和视区均被激活,此种表现与躯体痛中枢激活模式有重要的相似处。 4.3 食管扩张的中枢表达为:食管远端无痛,但当扩张有感觉时可激活中央沟附近及双侧前/顶叶盖岛叶;致痛性的扩张则可使此区域激活的程度增加,右前岛叶和ACC均激活。 4.4 胃感觉异常和胃内食物分布异常,通常被认为与功能性消化不良有关。最近对健康人研究其症状性胃远端扩张的中枢表达为:随扩张压力的增加而致胀气所致的疼痛和恶心强度增加,与一系列的渐进性中枢结构激活相平行,在丘脑、岛叶、ACC、尾状核,小脑半球和小脑蚓部都有反应,但特异结构的激活还不能与单一的症状相互对应[15]。 5 内脏痛治疗的基础研究 5.1 研究显示阿片通过外周机制可在内脏组织炎症后发挥镇痛和超前镇痛效应。利用小鼠腹膜注射醋酸内脏痛模型,观察到一种可被纳洛酮拮抗但通过静脉给药无效的镇痛作用,说明腹膜注射μ阿片受体激动剂(吗啡)的镇痛作用是通过外周机制产生的,且这种镇痛作用在应用醋酸前或后给予,均为有效[16]。Fedotozine是一种κ-阿片受体激剂,可抑制大鼠伤害性内脏刺激引起的脊髓和上脊髓Fos表达,逆转大鼠的肠绞痛,研究表明此作用是通过辣椒素敏感性传入纤维所介导[17]。但在人工输尿管结石大鼠模型实施超前镇痛的研究,却得出了矛盾结论,即吗啡或酮洛芬预先应用,对内脏痛行为指数和疼痛过敏并不产生影响[18]。 5.2 应用大鼠直肠结肠扩张性内脏痛模型实验发现,鞘内同时注射非特异性NMDA受体拮抗剂和利多卡因,可在脊髓水平上产生协同的抗内脏痛效应[19]。单独利多卡因静脉注射也具有内脏镇痛效应,其特点是剂量依赖性。通过抑制直肠结肠扩张激活的两类脊神经成分提示,应用钠通道阻滞剂治疗内脏痛是有可能的[20]。同理,静脉注射选择性钙调蛋白抑制剂——ZAL也可减少此类伤害性刺激模型所致的内脏痛[21]。 6 结语 近年对外周和中枢水平表达的主要神经肽和介质有了深入的研究,也说明了其在内脏痛过敏中所起的作用。选择性作用于这些受体的药物今已检出,但应用于临床尚待进一步研究。对内脏痛传入通路的生理学研究指出,机械受体如何参与急性内脏伤害性过程已有进一步了解,但内脏感觉神经元的病理生理,粘膜、肌肉和/或浆膜非机械敏感性内脏受体,是否也参与内脏疼痛和内脏痛过敏尚不清楚。对不易觉察性的、内脏损伤性的、功能性内脏疾患,是否有初级内脏传入神经元参与,还需要继续探讨。以不适和疼痛为特征的功能性内脏疾患,可以是内脏神经炎或神经损伤的结果,也可以是一种或几个神经元离子通道功能或数量改变的结果,其发生与发展尚待深入一步研究。功能性影像技术可用于研究内脏感觉和疼痛与中枢神经系统激活的关系,疼痛的多维表现与中枢广泛区域激活相关;与躯体感觉的研究相比,内脏感觉的中枢表达研究还处于初级阶段,但已发现与躯体感觉表达有明显的相似性。通过多种内脏疾病病理性疼痛的相关作用机制研究与阐明,必将有助于临床治疗。 参考文献 [1] Boucher M,et al.J Urol,2000,64:203-208. [2] Bueno L,et al.Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol,2000,278:670-6. [3] Laird JM,et al.Neuroscience,2000,98:345-52. [4] Fu LW,et al.J Physiol,1999,521:249-60. [5] Coelho A,et al.Brain Res Bull,2000,52:223-8. [6] Kulkarni-Narla A,et al.Cell Tissue Res,2000,302:73-80. [7] Mobarakeh JI,et al.Eur J Pharmacol,2000,391:81-9. [8] Su X,et al.Gut,2001,48:676-82. [9] Burnstock G.Trends Pharmacol Sci,2001,22:182-8. [10] Gebhart GF,et al.Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol,2000,278:834-8. [11] Clement CI,et al.J Comp Neurol,2000,425:323-44. [12] Houghton AK,et al.Pain,2001,89:207-20. [13] Ness TJ,et al.Neurosci Lett,2000,281:131-4. [14] Snowball RK,et al.Neuroscience,2000,99:351-61. [15] Uri Ladabaum,et al.Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol,2000,279:1-6. [16] Reichert JA,et al.Pain,2001,89:221-7. [17] Bonaz B,et al.Neurogastroenterol Motil,2000,12:135-47. [18] Giamberardino MA,et al.Brain Res,2000,878:148-54. [19] Imamachi N,et al.Anesth Analg,1999,89:416-21. [20] Ness TJ.Anesthesiology,2000,92:1685-91. [21] Aikawa N,et al.Jpn J Pharmaco,1999,81:381-7.